Характеристика бактерий рода Pseudomonas, выделенных из глинистых органогенных отложений пещеры Мраморная (Приморский край)

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Только для подписчиков

Аннотация

Исследовано культивируемое сообщество бактерий рода Pseudomonas в глинистых органогенных отложениях пещеры Мраморная (Приморский край). Выделенные в данной работе штаммы бактерий являются эвритермными и психротолерантными. Их таксономическая принадлежность установлена путем секвенирования фрагментов гена 16S рРНК. Известно, что бактерии рода Pseudomonas представляют все экологические ниши Земли и, соответственно, обладают широким спектром адаптивных функций. Методами микроскопии установлена смена характера подвижности и устойчивость размера клеток при изменении температур культивирования бактерий. Исследуемые штаммы представляют научный и практический интерес, благодаря проявлению ферментативной активности к нескольким субстратам одновременно при разных температурах (25 и 4℃), а также способности выделять холодоактивную пектиназу, протеазу и липазу. Выделенные штаммы отличались высокой фосфат-солюбилизирующей активностью как при 4℃, так и при 25℃. Пещера Мраморная является карстовой и характеризуется карбонатным карстом, что обосновывает предпочтение для исследуемых штаммов в фосфате кальция. Анализ данных показывает, что в полученной нами коллекции культивируемых бактерий рода Pseudomonas представлены как типичные психротолерантные, проявляющие ферментативную активность в условиях оптимальной температуры роста, так и уникальные, способные синтезировать широкий спектр ферментов в условиях, отличных от температурного оптимума для роста.

Полный текст

Доступ закрыт

Об авторах

Д. А. Русакова

ФНЦ Биоразнообразия наземной биоты восточной Азии ДВО РАН; Дальневосточный федеральный университет

Автор, ответственный за переписку.
Email: sidorenko@biosoil.ru
Россия, Владивосток; Владивосток

М. Л. Сидоренко

ФНЦ Биоразнообразия наземной биоты восточной Азии ДВО РАН

Email: sidorenko@biosoil.ru
Россия, Владивосток

А. В. Ким

ФНЦ Биоразнообразия наземной биоты восточной Азии ДВО РАН; Дальневосточный федеральный университет

Email: sidorenko@biosoil.ru
Россия, Владивосток; Владивосток

Список литературы

  1. Берсенев Ю. И. Особо охраняемые природные территории Приморского края: существующие и проектируемые: монография. Владивосток: Изд-во Дальневост. федерал. ун-та. 2017. 202 с.
  2. Берсенев Ю. И. Пещеры Дальнего Востока и перспективы их использования // Пещеры. Проблемы изучения: Межвузовский сборник научных трудов / Перм. ун-т. Пермь. 1990. 156 с.
  3. Воробьёва С. В., Хижняк С. В., Харламова Л. Т. Влияние температуры на рост психрофильных бактерий, выделенных из пещер Дальнего Востока, Средней Сибири и Западного Кавказа // Вестник КрасГАУ. 2012. № 9. C. 117–121.
  4. Воротников А. В. Хемотаксис: движение, направление, управление // Успехи биологической химии. 2011. Т. 51. С. 335–400.
  5. Vorotnikov A. V. Chemotaxis: movement, direction, control // Biochemistry (Moscow). 2011. V. 76. № 13. P. 1528–1555. https://doi.org/10.1134/S0006297911130104
  6. Галимзянова Н. Ф., Гильванова Е. А., Рябова А. С., Гуватова З. Г., Кудрявцева А. В., Мелентьев А. И. Филогенетическое разнообразие прокариотов в микробных сообществах скальных поверхностей пещеры Шульган-Таш (Капова), Южный Урал // Экобиотех. 2020. Т. 3. С. 298–304. https://doi.org/10.31163/2618-964X-2020-3-3-298-304
  7. Глушакова А. М., Лысак Л. В., Качалкин А. В., Иванова А. Е., Умарова А. Б., Абрямян И. А., Ежелев З. С., Максимова И. А. Трансформация микробных комплексов в компонентах почвенных конструкций разного генезиса (почва, торф, песок) при процессах замораживания–оттаивания // Микробиология. 2021. Т. 90. С. 166–178. https://doi.org/10.31857/S002636562102004X
  8. Glushakova A. M., Lysak L. V., Kachalkin A. V., Ivanova A. E., Umarova A. B., Abramyan I. A., Ezhelev Z. S., Maksimova I. A. Transformation of microbial complexes in components of soil constructions of different origin (soil, peat, sand) during freezing-thawing processes // Microbiology (Moscow). 2021. V. 90. P. 176‒186.
  9. Кадырова Г. Х., Садуллаева М. С., Атаджанова Ш. Ш., Закирьяева С. И Фосфат-солюбилизирующая активность ризобактерий пшеницы (Triticum aestivum L.) // Universum: химия и биология: электрон. научн. журн. 2022. Т. 12. № 102. 6 с. https://doi.org/10.32743/UniChem.2022.102.12.14609
  10. Кондратьева Л. М., Полевская О. С., Голубева Е. М., Штарева А. В., Коновалова Н. С. Элементный состав грунтовых вод и спелеотемы “лунное молоко” в карстовой пещере Прощальная (Дальний Восток) // Литосфера. 2018. Т. 18. С. 928–941. https://doi.org/10.24930/1681-9004-2018-18-6-928-941
  11. Кузьмина Л. Ю., Галимзянова Н. Ф., Абдуллин Ш. Р., Рябова А. С. Микробиота пещеры Киндерлинская (Южный Урал) // Микробиология. 2012. Т. 81. С. 273–281.
  12. Kuzmina L. Y., Galimzianova N. F., Abdullin S. R., Ryabova A. S. Microbiota of the Kinderlinskaya cave (South Urals, Russia) // Microbiology (Moscow). 2012. V. 81. P. 251‒258.
  13. Кузьмина Л. Ю. Высоцкая Л. Б., Галимзянова Н. Ф., Гильванова Е. А., Рябова А. С., Мелентьев А. И. Новые штаммы фосфатмобилизующих бактерий, продуцирующие ауксин, перспективные для сельскохозяйственной биотехнологии // Известия УНЦ. 2015. № 1. C. 40–52.
  14. Нетрусов А. И., Егорова М. А., Захарчук Л. М. Практикум по микробиологии. — М.: Издательский центр “Академия”, 2005. 608 с.
  15. Определитель бактерий Берджи в 2 томах. Т. 2: Пер. с англ. / Под ред. Дж. Хоулта, Н. Крига, П. Снита, Дж. Стейли, С. Уилльямса. М.: Мир, 1997. 368 с.
  16. Рязанцева Л. Т. Ферменты-антиоксиданты: структурно-функциональные свойства и роль в регулировании метаболических процессов // Вестн. Воронежского гос. техн. ун-та. 2011. Т. 7. № 2. С. 126–129.
  17. Сидоренко М. Л., Русакова Д. А. Разнообразие психрофильных бактерий и их биотехнологический потенциал // Вестн. Том. гос. ун-та. Биология. 2022. № 58. С. 28–54. https://doi.org/10.17223/19988591/58/2
  18. Фирсова М. С., Евграфова В. А., Потехин А. В. Подбор питательной среды и оптимизация режима глубинного культивирования Avibacterium paragallinarum // Ветеринария сегодня. 2019. Т. 2. № 29. С. 12–16. https://doi.org/10.29326/2304-196Х-2019-2-29-12-16
  19. Цыганов И. В., Нестерова Л. Ю., Ткаченко А. Г. Скольжение бактерий: способ пассивного распространения без использования жгутиков и пилей // Вестник ПГУ. Биология. 2021. № 4. С. 263–274.
  20. Щербаков А. В., Щербакова Е. Н., Мулина С. А., Роц П. Ю., Дарью Р. Ф., Кипрушкина Е. И., Гончар Л. Н., Чеботарь В. К. Психрофильные псевдомонады-эндофиты как потенциальные агенты в биоконтроле фитопатогенных и гнилостных микроорганизмов при холодильном хранении картофеля // Сельскохозяйственная биология. 2017. Т. 52. № 1. С. 116–128. https://doi.org/10.15389/agrobiology.2017.1.116rus
  21. Andersen S. M., Johnsen K., Sоrensen J., Nielsen P., Jacobsen C. S. Pseudomonas frederiksbergensis sp. nov., isolated from soil at a coal gasification site // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2000. V. 50. Р. 1957–1964. https://doi.org/10.1099/00207713-50-6-1957
  22. Altschul S. F., Madden T. L., Schaffer A. A. Zhang J., Zhang Z., Miller W., Lipman D. J. Gapped BLAST and PSI–BLAST: a new generation of protein database search programs // Nucleic Acids Res. 1997. V. 25. P. 3389–3402. https://doi.org/10.1093/nar/25.17.3389
  23. Belimov A. A., Dodd I. C., Safronova V. I., Hontzeas N., Davies W. J. Pseudomonas brassicacearum strain Am3 containing 1-aminocyclopropane-1-carboxylate deaminase can show both pathogenic and growth-promoting properties in its interaction with tomato // J. Exp. Botany. 2007. V. 58. Р. 1485–1495. https://doi.org/10.1093/jxb/erm010
  24. Bogdan D. F., Baricz A. I., Chiciudean I., Bulzu P. A., Cristea A., Nastase-Bucur R., Levei E. A., Cadar O., Sitar C., Banciu H. L., Moldovan O. T. Diversity, distribution and organic substrates preferences of microbial communities of a low anthropic activity cave in North-Western Romania // Front. Microbiol. 2023. V. 14. P. 962452. https://doi.org/10.3389/fmicb.2023.962452
  25. Bao C., Li M., Zhao X., Shi J., Liu Y., Zhang N., Zhou Y., Ma J., Chen G., Zhang S., Chen H. Mining of key genes for cold adaptation from Pseudomonas fragi D12 and analysis of its cold-adaptation mechanism // Front. Microbiol. 2023. V. 14. Art. 1215837. Р. 1–15. https://doi.org/10.3389/fmicb.2023.1215837
  26. Busquets A., Mulet M., Gomila M., Garcia-Valdes E. Pseudomonas lalucatii sp. nov. isolated from Vallgornera, a karstic cave in Mallorca, Western Mediterranean // Syst. Appl. Microbiol. 2021. V. 44. P. 126205. https://doi.org/10.1016/j.syapm.2021.126205
  27. Campos V. L., Valenzuela C., Yarza P., Kаmpfer P., Vidal R., Zaror C., Mondaca M. A. Lopez-Lopez A., Rossellо-Mоra R. Pseudomonas arsenicoxydans sp nov., an arsenite-oxidizing strain isolated from the Atacama desert // Syst. Appl. Microbiol. 2010. V. 33. Р. 193–197. https://doi.org/10.1016/j.syapm.2010.02.007
  28. Chatterjee P., Samaddar S., Anandham R., Kang Y., Kim K., Selvakumar G, Sa T. Beneficial soil bacterium Pseudomonas frederiksbergensis OS261 augments salt tolerance and promotes red pepper plant growth // Front. Plant Sci. 2017. V. 8. Art. 705. https://doi.org/10.3389/fpls.2017.00705
  29. Hebraud M., Dubois E., Potier P., Labadie J. Effect of growth temperatures on the protein levels in a psychrotrophic bacterium, Pseudomonas fragi // J. Bacteriol. 1994. V. 176. Р. 4017–4024.
  30. DangThu Q., Jang S. H., Lee C. Biochemical comparison of two glucose 6-phosphate dehydrogenase isozymes from a cold-adapted Pseudomonas mandelii // Extremophiles: life under extreme conditions. 2020. V. 24. Р. 501–509. https://doi.org/10.1007/s00792-020-01171-3
  31. Delorme S., Lemanceau P., Christen R. Pseudomonas lini sp. nov., a novel species from bulk and rhizospheric soils // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2002. V. 52. Р. 513–523.
  32. Ghosh S., Kuisiene N., Cheeptham N. The cave microbiome as a source for drug discovery: Reality or pipe dream? // Biochem. Pharmacol. 2017. V. 134. Р. 18–34. https://doi.org/10.1016/j.bcp.2016.11.018
  33. Ghosh S., Kam G., Nijjer M., Stenner C, Cheeptham N. Culture dependent analysis of bacterial diversity in Canada’s Raspberry Rising Cave revealed antimicrobial properties // Int. J. Speleol. 2020. V. 49. Р. 43–53. https://doi.org/10.5038/18 27-806X.49.1.2291
  34. Jaroszewicz W., Bielanska P., Lubomska D., Kosznik-Kwasnicka K., Golec P.; Grabowski L., Wieczerzak E. Drozdz W., Gaffke L., Pierzynowska K. Wegrzyn G., Wegrzyn A. Antibacterial, antifungal and anticancer activities of compounds produced by newly isolated Streptomyces strains from the Szczelina Chochołowska Cave (Tatra Mountains, Poland) // Antibiotics. 2021. V. 10. Р. 1212. https://doi.org/10.3390/antibiotics10101212
  35. Kosznik-Kwaаnicka K., Golec P., Jaroszewicz W., Lubomska D., Piechowicz L. Into the unknown: microbial communities in caves, their role, and potential use // Microorganisms. 2022. V. 10. P. 222. https://doi.org/10.3390/microorganisms10020222
  36. Kumar S., Stecher G., Tamura K. MEGA7: Molecular Evolutionary Genetics Analysis version 7.0 for bigger datasets // Mol. Biol. Evol. 2016. V. 33. P. 1870–1874. https://doi.org/10.1093/molbev/msw054
  37. Laiz L., Gonzalez-Delvalle M., Hermosin B., Ortiz-Martinez A. Saiz-Jimenez C. Isolation of cave bacteria and substrate utilization at different temperatures // Geomicrobiol. J. 2003. V. 20. Р. 479–489. https://doi.org/10.1080/713851125
  38. Lopes da Silva T., Moniz P., Silva C., Reis A. The dark side of microalgae biotechnology: a heterotrophic biorefinery platform directed to ω-3 rich lipid production // Microorganisms. 2019. V. 7. Р. 670. https://doi.org/10.3390/microorganisms7120670
  39. Lujаn A. M., Gоmez P., Buckling A. Siderophore cooperation of the bacterium Pseudomonas fluorescens in soil // Biology Lett. 2015. V. 11. Р. 20140934. https://doi.org/10.1098/rsbl.2014.0934
  40. Majorina M. A., Veselova V. R., Melnik B. S. The influence of Pseudomonas syringae on water freezing and ice melting // PLoS One. 2022. V. 17. Р. e0265683. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0265683
  41. Meng L., Zhang Y., Liu H., Zhao S., Wang J., Zheng N. Characterization of Pseudomonas spp. and associated proteolytic properties in raw milk stored at low temperatures // Front. Microbiol. 2017. Р. 2158. https://doi.org/10.3389/fmicb.2017.02158
  42. McBride M. J. Bacterial gliding motility: multiple mechanisms for cell movement over surfaces // Annu. Rev. Microbiol. 2001. V. 55. Р. 49–75.
  43. Molina L., Segura A., Duque E., Ramos J. L. The versatility of Pseudomonas putida in the rhizosphere environment // Adv. Appl. Microbiol. 2020. V. 110. Р. 149–180. https://doi.org/10.1016/bs.aambs.2019.12.002
  44. Nicole S. C., Lucca V. C., Leonardo P. M., Gustavo M. T., Ulisses B. A., Luis E. A. Marques L., Leopoldo S.M, Admilton G. O., Paulo R. C.S., Berenice M. T. Potential of cave isolated bacteria in self-healing of cement-based materials // J. Building Engin. 2022. V. 45. P. 103551. https://doi.org/10.1016/j.jobe.2021.103551
  45. Pabai F., Kermasha S., Morin A. Lipase from Pseudomonas fragi CRDA 323: partial purification, characterization and interesterification of butter fat // Appl. Microbiol. Biotechnol. 1995. V. 43. Р. 42–51. https://doi.org/10.1007/BF00170621
  46. Palleroni N. J., Kunisawa R., Contopoulou R., Doudoroff M. Nucleic acid homologies in the genus Pseudomonas // Int. J. Syst. Bacteriol. 1973. V. 23. P. 333–339. https://doi.org/10.1099/00207713-23-4-333
  47. Ramani K., Chockalingam E., Sekaran G. Production of a novel extracellular acidic lipase from Pseudomonas gessardii using slaughterhouse waste as a substrate // J. Ind. Microbiol. Biotechnol. 2010. V. 37. P. 531–535. https://doi.org/10.1007/s10295-010-0700-1
  48. Roy K., Dey S., Uddin M. K., Barua R., Hossain M. T. Extracellular pectinase from a novel bacterium Chryseobacterium indologenes strain SD and its application in fruit juice clarification // Enzyme Res. 2018. V. 2018. P. 3859752. https://doi.org/10.1155/2018/3859752.
  49. Ryan M., Meiman J. An examination of short-term variations in water quality at a karst spring in Kentucky // Ground Water. 1996. V. 34. P. 23–30. https://doi.org/10.1111/j.1745-6584.1996.tb01861.x
  50. Sandhya V., Shrivastava M., Ali S. Z., Sai Shiva Krishna Prasad V. Endophytes from maize with plant growth promotion and biocontrol activity under drought stress // Russ. Agricult. Sci. 2017. V. 43. Р. 22–34. https://doi.org/10.3103/S1068367417010165
  51. Shehata T. E., Marr A. G. Effect of temperature on the size of Escherichia coli cells // J. Bacteriol. 1975. V. 124. Р. 857–862. https://doi.org/10.1128/jb.124.2.857-862.1975
  52. Zachow C., Müller H., Monk J., Berg G. Complete genome sequence of Pseudomonas brassicacearum strain L13–6–12, a biological control agent from the rhizosphere of potato // Stand. Genom. Sci. 2017. V. 12. № 6. Р. 1–7. https://doi.org/10.1186/s40793-016-0215-1
  53. Zhu H. Z., Zhang Z. F., Zhou N., Jiang C. Y., Wang B. J., Cai L., Wang H. M., Liu S. J. Bacteria and metabolic potential in karst caves revealed by intensive bacterial cultivation and genome assembly // Appl. Environ. Microbiol. 2021. V. 87. Р. e02440–20. https://doi.org/10.1128/AEM.02440-20

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2. Рис. 1. Филогенетическое дерево, построенное на основе анализа последовательностей фрагментов гена 16S рРНК штаммов бактерий, выделенных из органогенных отложений пещеры Мраморная, показывающее их положение среди представителей рода Pseudomonas. Дендрограмма построена на основе алгоритма метода объединения ближайших соседей (NJ). Масштаб соответствует двум нуклеотидным заменам на каждые 100 п. н. Представлены значения бутстреп поддержки выше 50%

Скачать (394KB)
Метаданные
3. Рис. 2. Клеточная морфология штамма МР4 при 25℃ (а) и 4℃ (б). Маcштабные метки — 5 мкм

Скачать (451KB)
Метаданные
4. Рис. 3. Кривые роста представителей психротрофной культуры Pseudomonas sp. МР17 (а) и эвритермной культуры Pseudomonas sp. МР16 (б) при исследуемых температурах

Скачать (472KB)
Метаданные
5. Рис. 4. Диапазон значений удельной скорости роста (а) и прироста биомассы клеток (б) для всех исследуемых штаммов при различных температурах

Скачать (258KB)
Метаданные

© Российская академия наук, 2024